Hemocultivos: buenas prácticas para evitar contaminaciones

Síguenos en Pinterest

Incluido en la revista Ocronos. Vol. IX. N.º 9–Septiembre 2026.

Pág. Inicial: Vol. IX; N.º 9: 84

Autor principal (primer firmante): Ángel Sánchez Caro

Fecha recepción: 04/08/2026

Fecha aceptación: 31/08/2026

Ref.: Ocronos. 2026;9(9): 84

Autores:

1. Ángel Sánchez Caro
2. Ana Mulero Carrero
3. Alicia Magallon Artigas
4. Samuel Roa Mejía
5. María Asunción Pascual Anadón
6. María del Mar Martínez Millán

Categoría profesional:

Total Staff

Resumen

El hemocultivo constituye la prueba microbiológica fundamental para el diagnóstico de las infecciones del torrente sanguíneo, tales como la bacteriemia, la fungemia y la sepsis. Sin embargo, la contaminación de las muestras durante la fase preanalítica o analítica representa un problema recurrente que compromete la seguridad del paciente y genera un gasto innecesario de recursos sanitarios. La presencia de microorganismos comensales de la piel en los frascos de cultivo induce a falsos positivos, lo que conlleva la administración injustificada de antimicrobianos de amplio espectro, prolongación de las estancias hospitalarias y sobrecarga de trabajo en el laboratorio de microbiología.

El presente trabajo revisa las buenas prácticas clínicas y analíticas orientadas a minimizar las tasas de contaminación en los hemocultivos. Se abordan aspectos clave como la técnica de antisepsia cutánea, el volumen de sangre recomendado, el uso de dispositivos de desvío del primer flujo de sangre, el manejo aséptico dentro del laboratorio y el control indicador de calidad. La implementación rigurosa de protocolos estandarizados y la formación continuada del personal sanitario son pilares esenciales para mantener la tasa de contaminación por debajo del estándar recomendado (<3%).

Palabras clave:

Hemocultivo, contaminación, bacteriemia, antisepsia, laboratorio clínico, técnica aséptica, falsos positivos

Introducción

Las infecciones del torrente sanguíneo (ITS) representan una de las principales causas de morbimortalidad a nivel hospitalario y comunitario. El hemocultivo se mantiene como el estándar de oro (gold standard) para la identificación del agente etiológico responsable de estas entidades clínicas, permitiendo orientar la terapia antimicrobiana dirigida mediante la realización del antibiograma. A pesar de los avances tecnológicos en los sistemas automáticos de incubación y lectura continua de cultivos, la validez diagnóstica del hemocultivo depende de manera crítica de la calidad de la muestra recibida.

La contaminación de un hemocultivo ocurre cuando se introducen microorganismos ajenos a la sangre del paciente durante el proceso de extracción, transporte o procesamiento en el laboratorio. Los agentes contaminantes más habituales pertenecen a la microbiota residente o transitoria de la piel, entre los que destacan Staphylococcus coagulasa negativa (especialmente Staphylococcus epidermidis), Cutibacterium acnes, Corynebacterium spp., Micrococcus spp. y Bacillus spp.

Las consecuencias de una muestra contaminada son multidimensionales:

1. Para el paciente: Riesgo de toxicidad por antibióticos innecesarios, desarrollo de infecciones nosocomiales secundarias por Clostridioides difficile, colocación de accesos vasculares no indicados y mayor tiempo de hospitalización.
2. Para el sistema sanitario: Incremento significativo de los costes económicos debido al consumo de fármacos, realización de pruebas complementarias de imagen o laboratorio y prolongación de camas ocupadas.
3. Para el laboratorio de microbiología: Aumento en la carga de trabajo analítica al requerir procesos de identificación (mediante espectrometría de masas MALDI-TOF u otras técnicas) y pruebas de sensibilidad frente a microorganismos sin relevancia clínica real.

Las guías internacionales, como las del Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) y la Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica (SEIMC), establecen que la tasa global de contaminación de hemocultivos en una institución sanitaria no debe superar el 3%, siendo deseable alcanzar valores inferiores al 1% mediante la optimización de los procesos.

Objetivos

Objetivo general

• Sintetizar las principales recomendaciones y buenas prácticas en la extracción y procesamiento de hemocultivos para prevenir y reducir la tasa de contaminación de las muestras.

Objetivos específicos

• Identificar los puntos críticos de contaminación en la fase preanalítica y analítica del procedimiento de hemocultivo.
• Describir los métodos óptimos de antisepsia cutánea, manejo de materiales e inoculación de frascos.
• Analizar la función del profesional técnico de laboratorio en la gestión, evaluación de la calidad y procesamiento aséptico de las muestras.

Fase preanalítica: la extracción de la muestra

La fase preanalítica agrupa el mayor porcentaje de errores que desembocan en la contaminación del cultivo. Para asegurar la esterilidad de la toma se deben considerar los siguientes factores:

Antisepsia de la piel del paciente

Es el paso determinante para eliminar la microbiota transitoria y reducir la residente.

• Antiséptico de elección: La solución de clorhexidina al 2% en alcohol isopropílico al 70% ha demostrado ser superior a la povidona yodada en la reducción de contaminación.
• Técnica de aplicación: Se debe aplicar mediante fricción vigorosa durante al menos 30 segundos sobre la zona de punción venosa en un área de aproximadamente 5×5 cm.
• Tiempo de secado: Es imprescindible respetar el tiempo de secado al aire (mínimo 60 segundos para la clorhexidina; 2 minutos para povidona yodada) antes de proceder a la punción. Nunca se debe soplar ni abanicar la zona.

Desinfección de los frascos de hemocultivo

Aunque los frascos vienen provistos de un tapón protector de plástico, el septo o goma no es estéril.

• Se debe desinfectar la goma de los frascos (tanto anaerobio como aerobio) con alcohol de 70º o clorhexidina alcohólica mediante un paño o gasa estéril antes de la inoculación.
• Dejar secar el antiséptico completamente antes de pinchar el septo.

Punto de extracción y dispositivos

• Se recomienda prioritariamente la venopunción directa sobre venas periféricas. La extracción a través de catéteres venosos centrales (CVC) presenta tasas de contaminación considerablemente superiores.
• Si se requiere valorar una infección asociada a catéter, deben extraerse muestras pareadas (periférica y de catéter) para evaluar el tiempo de detección diferencial.
• Dispositivos de desvío del flujo inicial (blood diversion devices): La utilización de sistemas que descartan o reorientan los primeros 1,5 a 2 mL de sangre (donde se sitúa con mayor probabilidad el "tapón" de piel extraído por la aguja) ha demostrado reducir drásticamente las tasas de contaminación en diversos ensayos clínicos.

Volumen de muestra y orden de llenado

• El volumen de sangre extraído es el parámetro individual más importante para recuperar el microorganismo causal. En adultos, el volumen óptimo es de 8 a 10 mL por frasco (de 20 a 30 mL por conjunto de extracciones o serie).
• En caso de extracción con jeringa y aguja, se inocula primero el frasco anaerobio para evitar la entrada de aire trapped en la jeringa. Si la extracción se realiza mediante palomilla con sistema de vacío, se inocula en primer lugar el frasco aerobio para purgar el aire contenido en el tubo del sistema de palomilla.

Fase analítica: procesamiento en el laboratorio

El rol del Técnico de Laboratorio es indispensable para evitar la contaminación cruzada o secundaria tras la recepción de los viales:

[Recepción de Muestra] ➔ [Inspección y Registro] ➔ [Incubación Automática] ➔ [Alarma de Positividad] ➔ [Procesamiento Aséptico en CSB II].

• Inspección de la muestra: Verificar la integridad del frasco, el volumen de llenado y que la solicitud cumpla con los datos de identificación.
• Manejo de los viales positivos: Cuando el incubador automático pita indicando crecimiento, el vial debe ser manipulado dentro de una Cabina de Seguridad Biológica (CSB) de Clase II.
• Extracción de alícuotas: Al tomar una gota para la tinción de Gram o la siembra en placas de agar, se deben emplear dispositivos estériles de subcultivo o agujas monouso con extrema precaución para no contaminar la goma exterior ni el interior del frasco.
• Siembra de medios: Mantener la esterilidad de las placas de agar (sangre, chocolate, MacConkey) durante el aislamiento preliminar, evitando corrientes de aire o manipulación fuera de la CSB.

Indicadores de calidad y criterios de interpretación

El laboratorio debe realizar un seguimiento continuo de las tasas de contaminación global y por servicios (urgencias, cuidados intensivos, plantas de hospitalización).

Para diferenciar un contaminante real de un verdadero patógeno cuando se aísla un microorganismo de la microbiota cutánea (Staphylococcus coagulasa negativa, Corynebacterium spp.), se emplean los siguientes criterios:

• Número de frascos positivos: Si solo un frasco de una serie de 4 o 6 resulta positivo para S. epidermidis, la probabilidad de contaminación es elevadamente alta. Si son positivos múltiples frascos extraídos de venopunciones distintas, orienta a infección verdadera.
• Tiempo hasta la positivación (time-to-positivity): Inóculos verdaderos suelen positivarse en las primeras 12-24 horas, mientras que inóculos escasos por contaminación tardan más tiempo en detectar crecimiento.

Conclusiones

La prevención de la contaminación en los hemocultivos es un desafío multidisciplinar que requiere la colaboración estrecha entre el personal de Enfermería, el personal médico y el personal técnico del laboratorio de diagnóstico clínico.

La instauración de protocolos normalizados de trabajo centrados en la antisepsia adecuada con clorhexidina alcohólica al 2%, el respeto estricto de los tiempos de secado, el desinfectado de los tapones de los viales, la extracción venosa periférica y el empleo de tecnologías como los dispositivos de desvío de flujo inicial constituyen la estrategia más eficaz para reducir las tasas de falsos positivos por debajo del objetivo del 3%.

Por su parte, el laboratorio desempeña una función crítica en el procesamiento aséptico de las muestras, la correcta interpretación de los aislamientos y el seguimiento de los indicadores de calidad institucionales, garantizando así un diagnóstico microbiológico seguro, preciso y eficiente.

Bibliografía

1. Opota O, Croxatto A, Prod’hom G, Greub G. Blood culture automated systems and time to detection: a review. Clin Microbiol Infect. 2015;21(4):313-322.
2. Garcia RA, Spitzer ED, Beaudry J, Beck C, Diblasi R, Gilleeny-Blabac M, et al. Multidisciplinary team approach to reduce blood culture contamination rate in a tertiary care hospital. Am J Infect Control. 2015;43(11):1222-1227.
3. Alhmoud E, Jalal S, Al-Dahma FA, Al-Muraikhi A. Impact of blood culture contamination on clinical and economic outcomes in acute care settings: A systematic review. J Infect Public Health. 2021;14(11):1621-1628.
4. Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI). Principles and Procedures for Blood Cultures; Approved Guideline. CLSI document M47-A. Wayne, PA: Clinical and Laboratory Standards Institute; 2007.
5. Maiwald M, Chan ES. The start of chlorhexidine-based antisepsia in skin preparation: a historical and clinical perspective. J Hosp Infect. 2012;82(4):237-242.
6. Doern GV, Carroll KC, Diekema DJ, Garey KW, Rupp ME, Weinstein MP, et al. Practical Guidance for Clinical Microbiology Laboratories: A Comprehensive Update on the Problem of Blood Culture Contamination and Recommended Solutions. Clin Microbiol Rev. 2019;33(1):e00009-19.
7. Bell M, Bogar C, Yu J, Coyle D, Thomas A. Effectiveness of initial specimen diversion devices in reducing blood culture contamination rates: A meta-analysis. Am J Infect Control. 2020;48(12):1501-1507.
8. Segura C, Guanche H, Ruiz A, Morales R. Time-to-positivity of blood cultures as a tool for distinguishing true bacteremia from contamination in coagulase-negative staphylococci. Enferm Infecc Microbiol Clin. 2018;36(5):280-285.

Síguenos en Pinterest